Коллектив авторов - Морфологическая диагностика. Подготовка материала для гистологического исследования и электронной микроскопии Страница 5

1.3. Фиксация материала для иммуноцитохимического исследования

Проведение иммуноцитохимического исследования возможно после фиксации материала в нейтральном растворе формалина, спирт-формалине, жидкостях Карнуа и Буэна, фиксаторах СФУ и B5. Наиболее устойчивые антигены могут быть выявлены и после продолжительной фиксации в обычном (не нейтральном) 10 %-м растворе формалина. Однако при использовании этих фиксаторов часть антигенов маскируется в связи с конформационными изменениями белков, экстракцией липидов, образованием перекрестных сшивок, модифицирующих антигенные детерминанты, снижается интенсивность иммуноцитохимической реакции на большинство антигенов.

С целью улучшить сохранность тканевых антигенов были предложены специальные фиксирующие смеси, которые наряду с фиксацией материала обеспечивают сохранность отдельных групп антигенов. Их использование вместо формалина позволяет во многих случаях добиться более эффективного выявления различных тканеспецифических белков, ферментов и онкомаркеров.

Цинк-формалин имеет наибольшее значение среди предложенных фиксаторов, поскольку он обеспечивает качество фиксации, свойственное формалиновым растворам. При применении обзорных и наиболее распространенных специальных способов окраски тинкториальные свойства тканевых элементов существенно не меняются, так что при проведении обычного патогистологического исследования не возникает дополнительных трудностей. Кроме того, для приготовления цинк-формалина не требуется использования дефицитных или дорогостоящих реагентов.

Цинк-формалиновый фиксатор с хлоридом цинка (Naish S. J., 1989) готовят, растворяя в 2 л дистиллированной воды 50 г хлорида цинка и добавляя 300 мл концентрированного раствора формальдегида и 1,9 мл ледяной уксусной кислоты. Этот фиксатор обычно применяют для иммуноцитохимических исследований, поскольку он хорошо сохраняет белки, ассоциированные с клеточными мембранами. Продолжительность фиксации – не более 24 ч при комнатной температуре. Приготовленный фиксатор может храниться в течение нескольких недель.

Цинк-формалиновый фиксатор с сульфатом цинка (Kiernan J. A., 2008). Для приготовления фиксатора берут 900 мл дистиллированной воды, 100 мл концентрированного раствора формальдегида и 10 г сульфата цинка (ZnSO44··7H2O). Считается, что лучший результат фиксации антигенов получается при pH = 4,0 – 6,5. Если pH приготовленного раствора выходит за указанные границы, следует использовать 1 М растворы HCl и NaOH, которые добавляют к раствору фиксатора по каплям до необходимого уровня pH. Цинк-формалиновый фиксатор с сульфатом цинка может быть использован для перфузионной фиксации лабораторных животных. Для иммерсионной фиксации небольших объектов достаточно 6 – 8 ч. Объекты можно оставить в фиксаторе на срок до 1 нед. После фиксации в цинк-формалине можно заливать объекты в парафин (после промывки в воде), изготовлять срезы незалитого материала на замораживающем микротоме и криостате.

Раствор параформальдегида с пикриновой кислотой, по Замбони. Первоначально этот фиксатор был предложен (Zamboni L. [et al.], 1967) для электронной микроскопии. Способ приготовления: 20 г параформальдегида растворяют в насыщенном водном растворе пикриновой кислоты (150 мл). Раствор нагревают до 60 °C. Для улучшения растворения параформальдегида необходимо добавить в раствор 2 – 5 капель 1 М (4 %) водного раствора NaOH. После растворения параформальдегида раствор фильтруют, охлаждают и доводят до 1 л при помощи фосфатного буфера.

Приготовленный фиксирующий раствор стабилен в течение 12 мес. Особенно его рекомендуют для фиксации препаратов головного мозга и почки (Kiernan J. A., 2008). Время фиксации составляет 8 – 24 ч. По окончании фиксации рекомендуется промывка в воде, после чего для обезвоживания используют 70 %-й этанол.

Фосфатный буфер Замбони. Способ приготовления: однозамещенный фосфат натрия (NaH2PO44··H2O) – 3,31 г, двузамещенный фосфат натрия безводный (Na2HPO4) – 17,89 г, дистиллированная вода – до 1 л.

Цинк-этанол-формальдегид (Kоржевский Д. Э. [и др.], 2006). Способ приготовления: для приготовления 1 л фиксатора берут 900 мл 96 %-го этанола, 100 мл концентрированного раствора формальдегида и 10 г хлорида цинка. Готовый раствор сохраняет свои свойства в течение 4 – 5 нед. Продолжительность фиксации составляет 18 – 24 ч. Поскольку одновременно с фиксацией материала происходит его обезвоживание, после завершения фиксации кусочки перекладывают сразу в 96 %-й этанол. Этот фиксатор рекомендован для обработки головного и спинного мозга, поскольку наряду с улучшением сохранности тканевых антигенов обеспечивает высокое качество окраски по Нисслю.

1. Аничков Н. М., Данилова И. А., Васильев О. Д. [и др.]. Применение раствора полигуанидина для фиксации биологических и анатомических объектов // Морфология. – 2010. – Т. 137, № 1. – С. 58 – 61.

2. Арасланов С. А., Зайцев В. Б., Мешандин А. Г. [и др.]. Новый фиксатор биологического материала // Морфология. – 2007. – Т. 131, № 1. – С. 79 – 81.

3. Артишевский А. А., Леонтюк А. С., Слука Б. А. Гистология с техникой гистологических исследований. – Минск: Вышэйшая школа, 1999. – 236 с.

4. Вайль С. С. Практическое руководство по патолого-гистологической технике. – Л.; М.: ОГИЗ, 1934. – 228 с.

5. Коржевский Д. Э., Гиляров А. В. Основы гистологической техники. – СПб.: СпецЛит, 2010. – 96 с.

6. Коржевский Д. Э., Григорьев И. П., Отеллин В. А. Применение обезвоживающих фиксаторов, содержащих соли цинка, в нейрогистологических исследованиях // Морфология. – 2006. – Т. 129, № 1. – С. 85 – 86.

7. Лилли Р. Патогистологическая техника и практическая гистохимия. – М.: Мир, 1969. – 643 с.

8. Меркулов Г. А. Курс патогистологической техники. – Л.: Медицина, 1969. – 423 с.

9. Ромейс Б. Микроскопическая техника: пер. с нем. – М.: Изд-во иностр. литер., 1954. – 718 с.

10. Bancroft J. D., Gamble M. Theory and practice of histological techniques. – Edinbugh; London; N. Y.: Churchill Livingstone, 2002. – 796 p.

11. Kiernan J. A. Histological and histochemical methods. Theory and practice. – London: Scion Publishing Ltd, 2008. – 606 p.

12. Naish S. J. Immunochemical staining methods. – Glostrup: DAKO Corporation, 1989. – 41 p.

13. Zamboni L., DeMartino C. Buffered picric acid – formaldehyde: a new rapid fixative for electron microscopy // J. Cell Biol. – 1967. – Vol. 35. – P. 148A.

Глава 2

ДЕКАЛЬЦИНАЦИЯ КОСТНОЙ ТКАНИ

2.1. Общие сведения о декальцинации

Для изучения гистологических препаратов плотных кальцифицированных тканей могут быть изготовлены шлифы, которые позволяют сохранить минеральные компоненты, придающие тканям высокую плотность. Однако эта процедура трудоемка и требует специального оборудования. На обычном микротоме невозможно изготовить срезы недекальцинированной костной ткани. Перед заливкой таких объектов в парафин или целлоидин производят декальцинацию, в ходе которой из объекта удаляются соли кальция, он теряет свою плотность и становится пригодным для последующей микротомии. Как правило, декальцинацию проводят после полной фиксации ткани. Однако существуют методы, благодаря которым декальцинация начинается одновременно с фиксацией. В этом случае фиксирующая среда должна содержать декальцинирующее вещество. После декальцинации в кислотах желательна тщательная промывка материала в слабощелочных растворах на протяжении 1 – 3 ч.

В литературе указывается много прописей различных декальцинирующих составов. Наиболее часто употребляемые из них приводятся в руководстве В. В. Некачалова (2000). При необходимости для декальцинации может быть использован раствор любой кислоты. Вместе с тем необходимо учитывать:

– простоту изготовления применяемых декальцинирующих растворов, безопасность для работы;

– скорость выполнения декальцинации;

– возможное повреждающее действие декальцинирующего раствора на костную ткань;

– оценку качества и информативности для анализа изготовляемых гистологических препаратов;

– возможность длительного хранения гистологических препаратов в архиве.

При декальцинации ткани, содержащей много жира (губчатой костной ткани пожилых людей, костного мозга и т. п.), ее необходимо обезжиривать, выдерживая объект 3 – 5 дней в 80 – 90 %-м этаноле (лучше в термостате при температуре 37 °C).

2.2. Кислотная декальцинация

Азотная кислота. В мензурку с притертой пробкой наливают 5,0 – 7,5 мл химически чистой концентрированной азотной кислоты (плотность 1,40) и добавляют до 100 мл дистиллированную воду. Небольшие кусочки самой плотной кости при этом декальцинируются в растворе азотной кислоты уже через 10 ч. После декальцинации для предотвращения набухания соединительной ткани кусочки кости на 24 ч подвешивают в 5 %-м растворе сульфата натрия или лития и после этого промывают в течение 24 – 48 ч в проточной воде. Кислота применяется только для очень плотных объектов, в частности зубов. Используется только 5 – 7 %-й водный раствор азотной кислоты. Не рекомендуется применять растворы азотной кислоты как более низкой, так и более высокой концентрации: в первом случае происходит набухание, во втором – повреждение клеточных структур.